Introduction

Comment l’hygiène de vie et la nutrition peuvent-elles favoriser l'expression de nos bons gènes et transformer le destin de nos vies ? 

Obtenir la connaissance nutritionnelle Āyurvédique théorique et expérimentale selon l’épigénétique garantit à tout un chacun de profiter des potentiels les plus riches et insoupçonnés de son corps, de son psychisme, etc.

L’exemple le plus frappant des lois épigénétiques explique comment des jumeaux homozygotes peuvent être diamétralement dissemblables.

C’est aussi l’épigénétique qui explique comment le destin simple ouvrière peut se retourner, lui permettant de se métamorphoser et renaître en reine des abeilles voyant entre autres sa longévité être décuplée…

Définition de l’épigénétique

La science épigénétique moderne montre que l’hygiène de vie permet ‘miraculeusement’ l’expression de nos gènes les plus sains à la place de nos gènes non-favorables ou même nos gènes pathogènes. La découverte de l’épigénétique fut donc une grande surprise pour le monde scientifique qui envisageait la génétique comme une science déterministe et fataliste. La découverte des codes génétiques paraît bien moins cruciale que la connaissance des moyens de faire parler les bons gènes et de taire les mauvais.

A cet égard, les connaissances modernes ne sont pas très avancées pour comprendre tous les facteurs qui permettent l’expression des meilleures de nos gènes contrairement à la science Ayurvédique qui est spécialiste en la matière. (Cf Ayurveda and epigenetics). En effet, l’Ayurvéda est connu pour être la science épigénétique par excellence (quelques exemples de termes sanskrits des facteurs d’hygiène de vie épigénétique : hitā-ahitā, svasthavṛttya, praśasta, ahiṃsā-prāṇavadhana, sāttvika-rājasika-tāmasika, nirvigata-vigata, bhakṣya-abhakṣya, samyktva, etc.)

Vincent Colot, chercheur à l'ENS, (L'épigénétique, l'hérédité au-delà de l'ADN) définit l'épigénétique comme « l'étude des changements d'activité des gènes - donc des changements de caractères - qui sont transmis au fil des divisions cellulaires ou des générations, sans faire appel à des mutations de l'ADN. »

Les promesses des lois

épigénétiques

La connaissance de l’épigénétique qu’enseigne l’Ayurvéda permet de :

- Exploiter le meilleur potentiel de notre patrimoine génétique et des possibilités de notre ADN

- Déclencher l’expression de gènes permettant l’expression de dons et de facultés puissantes sur tous les plans immunitaires, neurologiques, hormonaux, ostéoarticulaires, musculaires, organiques, digestifs, cutanés, etc.

- Prévenir ou guérir de toutes les maladies génétiques, pathologies héréditaires ou atavismes familiaux.

- Prévenir ou guérir de tous les types de pathologies par annulation de leur programmes génétiques

- Prévenir ou guérir de tous les types de pathologies par activation de nos ressources de santé et d’auto guérison (à commencer par nos pouvoirs immunitaires, lymphatiques, circulatoires, émonctoriels, digestifs, etc.)

- Transférer aux générations futures des gènes sains activés

- Transmettre à son entourage des exemples de bonnes habitudes favorables à l’épigénétique de la santé

Les mécanismes épigénétiques

Cancer, maladie, immunité

De nombreuses études en cancérologie prouvent à différents niveaux l’importance de la perturbation des facteurs épigénétiques dans la mise en place de la pathologie commençant par les facteurs nutri-épigénétiques. Les chercheurs montrent clairement que la maîtrise de l’alimentation joue un rôle crucial dans la prévention, le traitement et la détection des cancers.

De la même manière, pour les maladies modernes, les faiblesses immunologiques (si primordiales pour la protection des maladies infectieuses, les maladies auto-immunes, toujours les cancers, etc.) la connaissance des facteurs nutri-épigénétiques est d’une importance vitale pour les patients.

Pour les spécialistes, les mécanismes fréquemment identifiés dans les cancers sont les « altérations épigénétiques des gènes de réparation de l'ADN ou du gène de contrôle du cycle cellulaire »

La nutri-épigénomique

De nombreuses études récentes montrent que c’est l’alimentation, par le truchement de la flore intestinale, qui est la clef principale d’ouverture des gènes de santé.

C’est ainsi que la médecine Āyurvédique depuis des temps reculés traite de nombreuses maladies dites génétiques ou héréditaires qui peuvent être respectivement traitées ou prévenues par une alimentation consciente de la protection du microbiote bénéfique (eubiotique).

La nutrithérapie Āyurvédique s'appuie sur des conseils spécifiques à chaque patient permettant à chacun de bénéficier des bonnes recommandations spécifiques pour l’amélioration de sa santé.

Ainsi chaque patient se verra conseiller spécifiquement et évolutivement des aliments, des modes de préparations, des fréquences de repas, des saisons et rythmes biologiques etc., les plus bénéfiques à son type de microbiote, ses symptômes, ses antécédents, ses gènes, etc. et renforcer profondément sa santé….

Pyramide alimentaire Ayurvédique

Néanmoins certains principes fondateurs peuvent s'appliquer dans la globalité quant aux choix des aliments correspondant à notre patrimoine génétique originel se trouvant parmi : 

→ certaines variétés ancestrales spécifiques respectueuses de l’agrodiversité

→ cultivées avec de bonnes connaissances agro écologiques

→ conservées et transformées grâce à des méthodes respectueuses des nutriments et micro-organismes endogènes à l’aliment et aux consommateurs

→ préparées selon des méthodes traditionnelles saines,

→ cuisinées et consommées fraîchement

Ces aliments se trouvent chez certains petits producteurs conscients (comme Association Sadhana) :

• le riz, les céréales, les légumineuses (légumes secs) consommées entières, moulues en semoule ou farine ou assemblées dans des préparations

• les épices, graines aromatiques consommées entières, moulues ou en mélange, condiments et algues

• les plantes alimentaires ou médicinales

• certains produits biologiques ou des marchés, particulièrement certaines légumineuses françaises, le quinoa français de Biocoop, certains millets français,

• certains légumes biologiques, certaines herbes aromatiques, herbes sauvages

…

La compréhension et la sélection des aliments épi génétiquement et microbiotiquement bienfaisants se fait notamment grâce aux connaissances āyurvédiques à la lumière des recherches de pointe sur les conséquences et la teneur des aliments.

Éléments à favoriser :

- Fibres alimentaires, fibres solubles, fibres insolubles

- MAC (glucides accessibles au microbiote)

- Prébiotique des micro-organismes sains (eubiotiques)

- précurseur de butyrate (SCFA) et précurseur de bactéries butyriques

- Précurseur de propionate (SCFA)

- Précurseur de propionate (SCFA)

- Agents phytochimiques

- Anti-oxydants (ORAC)

- Micronutriments

- Macronutriment

- Densité nutritionnelle (...)

Éléments à éviter :

- Putréfiant

- Acidifiant

- Pro-inflammatoire

- FODMAP-s (Fermentable Oligo-Di-Monosaccharides and Polyols),

- Autres éléments fermentescibles, éléments candidogènes, éléments de culture lévurose, éléments de culture mycose *, éléments fongéniques *, précurseurs de fermentation alcoolique, etc.- Mycotoxines, alpha toxines

Levures ou ferments (car générant des mycotoxines dont alpha-toxines, précurseur de fermentation alcoolique, augmentation de l’index glycémique par la fermentation, possiblement responsable de SIBO, Syndrome de Brewer, dysbiose, hyperperméabilité intestinale, cancer, etc.)

- PRAL (Potential Renal Acid Load)

- IG (index glycémique)

- II (index insulinémique)

- AGE (advances glycation end-products)

- Densité calorique

- Précurseur de TMAO (composé produit par les bactéries intestinales à partir de la choline et la carnitine contenues dans les produits animaux)

- Alcaloïdes, solanine (glyco-alcaloïde)

- Anti-nutriment

- Radicaux libres

- Métaux lourds

- Éléments toxiques liposolubles (pesticides, herbicides, engrais, polluant issus d’hydrocarbure)

- Éléments cancérigènes divers

- Additifs alimentaires, agents de conservation, agents de texture, excipients, agents d’enrobage, etc.

- Amine biogène neurotoxique et toxique

- Toxinique micro-organiques (bactérienne, parasitaire, virale ou prions etc.)

- Perturbateurs endocriniens

- Perturbateurs neurologiques ou substances neurotoxiques

- Divers molécules addictives (casomorphine, gluten exorphine, alcaloïdes &c)

(…)

Effet opposé des médicaments allopathiques et des plantes

Effets épigénétiques délétères des médicaments allopathiques

Les médicaments allopathiques de la médecine allopathique sont de grands perturbateurs épigénétiques qui entraînent l’expression de nombreux mauvais gènes. La liste des effets secondaires des médicaments exprime en partie leurs effets nocifs épigénétiques.

Un des mécanismes épigénétiques les plus étudiés est celui des médicaments dérivants de la morphine qui engendrent chez les patients des attitudes addictives.

Pour les spécialistes, les antibiotiques de type bêta-lactam altèrent les récepteurs glutamates, la cyclosporine et affectent de multiples facteurs de transcription, etc.

Effets épigénétiques bénéfiques des plantes et substances végétales

A l’opposé, de très nombreuses études montent que les non moins nombreux éléments phytochimiques et aliments végétaux ont un impact très positif favorisant l’expression de nos bons gènes. Les études les plus populaires sont notamment celles plébiscitant les effets épigénétiques du curcuma dont la curcumine fut surnommée ‘modificateur épigénétique’ (epigenetic modifier) mais il en est de même pour de très nombreuses plantes ou aliments connus ou non.

Habitudes, addictions & empreinte génétique

Nos addictions sont des désordres des circuits de récompense de notre cerveau qui ont lieu notamment à cause de phénomènes épigénétiques (mécanismes transcriptionnels et neuro-épigénétiques) par exposition à des objets addictifs (comme certains aliments, certains types de préparation ou transformation alimentaire, les rapports sexuels, certains jeux, morphines, cocaïne, les autres drogues, etc.)

La persistance des effets épigénétiques des addictions est si puissante que leur transmission transgénérationnelle a été prouvée.

Devenir addict par fromage, produits laitiers et gluten

Les aliments tel que le gluten ainsi que les produits laitiers, sont connus pour libérer dans le corps des substances de type morphine (respectivement produits de dégradations et dérivés de la digestion) sous la forme respective de « exorphines de gluten» et caséomorphine (ou casomorphin).

Ces produits entraînent l’expression des gènes de l’addiction (phénotypes addictifs) engendrant chez les patients des addictions à ces mêmes substances ainsi qu’à potentiellement tous autres types de substances ou comportements.

Pour en savoir plus lire notamment

- An assessment of the addiction potential of the opioid associated with milk par L D Reid, C L Hubbell

- Bread and Other Edible Agents of Mental Disease par Paola Bressan et Peter Kramer

Devenir addict par les médicaments dérivants de la morphine

De la même manière, il est avéré que les médicaments contenants des dérivés morphiniques développent les addictions par les phénomènes épigénétiques d’activation des gènes de l’addiction.

La démonstration par les vrais jumeaux

L ‘observation directe des différences parfois contrastées entres les jumeaux (homozygotes) est le témoin le plus parlant de l’expression des phénomènes épigénétiques et les questionnements de leurs déterminants environnementaux si peu connus de la science moderne.

Ces vrais jumeaux sont dits par les scientifiques des « cas d’études idéaux ». Ils sont semblables à la naissance et malgré la parfaite similarité entre leurs deux patrimoines génétiques peuvent devenir diamétralement différents.

Les spécialistes mesurent les différences épigénétiques entre ces jumeaux par la mesure des taux de « ADN de 5-méthylcytosine et acétylation des histones H3 et H4».

Illustration par les abeilles

Pour illustrer le pouvoir de l’épigénétique sur l’expression des gènes, deux illustrations sont souvent contées :

Un même œuf fécondé d'abeille donnant une même larve, deviendra

 soit une ouvrière étant issue d’une larve nourrie successivement à la gelée royale et à la bouillie larvaire,

 soit une reine étant issue d’une larve nourrie exclusivement à la gelée royale.

La seule façon de distinguer les larves est leur position dans la ruche. Les larves qui deviendront ouvrières sont pondues dans des alvéoles hexagonales normales et les larves qui seront faite reines par cette alimentation spécifique seront situées dans une cellule nommée « royale ». C'est une sélection épigénétique de l'expression d'un même génome

Alvéole royale

C’est ainsi que par conséquence de la qualité nutritionnelle (propre au système génétique de l’abeille) l’individu privilégié qui deviendra reine aura de nombreux critères distinctifs :

- longévité démultipliée (7 ans pour la reine et 30 à 45 jours pour l’ouvrière)

- croissance supérieure de 50% (1.2cm pour ouvrière et 1.8cm pour reine)

- développement d’organes sexuels

- responsabilité de reproduction exclusive pour la ruche entière : la reine pond en permanence de février à septembre, jusqu'à l'équivalent de son propre poids en œufs chaque jour pour certaines reines d'abeilles domestiques (près de 400 000 œufs par an, ce nombre élevé étant nécessaire car la durée de vie des ouvrières est courte), soit 1 500 à 2 000 œufs par jour au rythme de cinq à six par minute.

(…).

Voir Kucharski R. et al., Nutritional control of reproductive status in honeybees via DNA methylation, Science, vol. 319,‎ 2008, p. 1827-1830 (PMID 18339900)

Illustration par les tortues

Un œuf de tortue peut éclore en mâle ou femelle en fonction de la température…

Pour en savoir plus, Françoise Jauzein (INRP) et Claude Pieau (Institut Jacques-Monod), Détermination du sexe par la température chez les reptiles.

Bibliographie

Etudes montrant la corrélation entre épigénétique, microbiota et alimentation :

Some major studies

• Meredith A. J. Hullar, PhD1 and Benjamin C. Fu, MPH2 in Diet, the Gut Microbiome, and Epigenetics) publier dans la revue Cancer (J. 2014 May-Jun; 20(3): 170–175.),

• Huang J, Plass C, Gerhauser C. Cancer chemoprevention by targeting the epigenome. Curr Drug Targets. 2011; 12:1925–56. [PubMed: 21158707]

• Martin M.Watson*, KjetilSøreide* ** in Handbook of Epigenetics (Second edition), Chapter 32 - The Gut Microbiota Influence on Human Epigenetics, Health, and Disease.

References of 115 scientific researches given by Meredith A. J. Hullar, PhD1 and Benjamin C. Fu, MPH2 (2014) :

Huang J, Plass C, Gerhauser C. Cancer chemoprevention by targeting the epigenome. Curr Drug Targets. 2011; 12:1925–56. [PubMed: 21158707]

Davis CD, Ross SA. Dietary components impact histone modifications and cancer risk. Nutr Rev. 2007; 65:88–94. [PubMed: 17345961]

Hullar and Fu Page 8 Cancer J. Author manuscript; available in PMC 2015 May 01. NIH-PA Author Manuscript NIH-PA Author Manuscript NIH-PA Author Manuscript 3. Alvarez-Venegas R. Bacterial SET domain proteins and their role in eukaryotic chromatin modification. Front Genet. 2014; 5:1–8. [PubMed: 24567736] 4. Hullar MA, Burnett-Hartman AN, Lampe JW. Gut microbes, diet, and cancer. Cancer Treat Res. 2014; 159:377–99. [PubMed: 24114492] 5. De Filippo C, Cavalieri D, Di Paola M, et al. Impact of diet in shaping gut microbiota revealed by a comparative study in children from Europe and rural Africa. Proc Natl Acad Sci USA. 2010; 107:14691–6. [PubMed: 20679230] 6. Yatsunenko T, Rey FE, Manary MJ, et al. Human gut microbiome viewed across age and geography. Nature. 2012; 486:222. + [PubMed: 22699611] 7. Lin A, Bik EM, Costello EK, et al. Distinct distal gut microbiome diversity and composition in healthy children from Bangladesh and the United States. PLoS One. 2013; 8 8. Bendiks M, Kopp MV. The relationship between advances in understanding the microbiome and the maturing hygiene hypothesis. Curr Allergy Asthma Rep. 2013; 13:487–94. [PubMed: 23934550] 9. Hooda S, Boler BM, Serao MC, et al. 454 pyrosequencing reveals a shift in fecal microbiota of healthy adult men consuming polydextrose or soluble corn fiber. J Nutr. 2012; 142:1259–65. [PubMed: 22649263] 10. Ross AB, Bruce SJ, Blondel-Lubrano A, et al. A whole-grain cereal-rich diet increases plasma betaine, and tends to decrease total and LDL-cholesterol compared with a refined-grain diet in healthy subjects. Br J Nutr. 2011; 105:1492–502. [PubMed: 21272402] 11. Finley JW, Burrell JB, Reeves PG. Pinto bean consumption changes SCFA profiles in fecal fermentations, bacterial populations of the lower bowel, and lipid profiles in blood of humans. J Nutr. 2007; 137:2391–8. [PubMed: 17951475] 12. Smith SC, Choy R, Johnson SK, et al. Lupin kernel fiber consumption modifies fecal microbiota in healthy men as determined by rRNA gene fluorescent in situ hybridization. Eur J Nutr. 2006; 45:335–41. [PubMed: 16763747] 13. Tuohy KM, Kolida S, Lustenberger AM, et al. The prebiotic effects of biscuits containing partially hydrolysed guar gum and fructo-oligosaccharides--a human volunteer study. Br J Nutr. 2001; 86:341–8. [PubMed: 11570986] 14. Russell WR, Gratz SW, Duncan SH, et al. High-protein, reduced-carbohydrate weight-loss diets promote metabolite profiles likely to be detrimental to colonic health. Am J Clin Nutr. 2011; 93:1062–72. [PubMed: 21389180] 15. Duncan SH, Belenguer A, Holtrop G, et al. Reduced dietary intake of carbohydrates by obese subjects results in decreased concentrations of butyrate and butyrate-producing bacteria in feces. Appl Environ Microbiol. 2007; 73:1073–8. [PubMed: 17189447] 16. Hylla S, Gostner A, Dusel G, et al. Effects of resistant starch on the colon in healthy volunteers: possible implications for cancer prevention. Am J Clin Nutr. 1998; 67:136–42. [PubMed: 9440388] 17. Johnson SK, Chua V, Hall RS, et al. Lupin kernel fibre foods improve bowel function and beneficially modify some putative faecal risk factors for colon cancer in men. Br J Nutr. 2006; 95:372–8. [PubMed: 16469156] 18. Costabile A, Klinder A, Fava F, et al. Whole-grain wheat breakfast cereal has a prebiotic effect on the human gut microbiota: a double-blind, placebo-controlled, crossover study. Br J Nutr. 2008; 99:110–20. [PubMed: 17761020] 19. Holliday R. Mechanisms for the control of gene activity during development. Biol Rev Camb Philos Sco. 1990; 65:431–71. 20. Herceg Z. Epigenetics and cancer: towards an evaluation of the impact of environmental and dietary factors. Mutagenesis. 2007; 22:91–103. [PubMed: 17284773] 21. Mottet D, Castronovo V. Histone deacetylases: target enzymes for cancer therapy. Clin Exp Metastasis. 2008; 25:183–9. [PubMed: 18058245] 22. Choudhuri S, Cui Y, Klaassen CD. Molecular targets of epigenetic regulation and effectors of environmental influences. Toxicol Appl Pharmacol. 2010; 245:378–93. [PubMed: 20381512] 23. Hanahan D, Weinberg RA. The hallmarks of cancer. Cell. 2000; 100:57–70. [PubMed: 10647931] 24. Hanahan D, Weinberg RA. Hallmarks of cancer: the next generation. Cell. 2011; 144:646–74. [PubMed: 21376230] Hullar and Fu Page 9 Cancer J. Author manuscript; available in PMC 2015 May 01. NIH-PA Author Manuscript NIH-PA Author Manuscript NIH-PA Author Manuscript 25. Davis CD, Milner JA. Gastrointestinal microflora, food components and colon cancer prevention. J Nutr Biochem. 2009; 20:743–52. [PubMed: 19716282] 26. Lafon-Hughes L, Di Tomaso MV, Mendez-Acuna L, et al. Chromatinremodelling mechanisms in cancer. Mutat Res. 2008; 658:191–214. [PubMed: 18403253] 27. Stresemann C, Brueckner B, Musch T, et al. Functional diversity of DNA methyltransferase inhibitors in human cancer cell lines. Cancer Res. 2006; 66:2794–800. [PubMed: 16510601] 28. Bird A. DNA methylation patterns and epigenetic memory. Genes Dev. 2002; 16:6–21. [PubMed: 11782440] 29. Nephew KP, Huang THM. Epigenetic gene silencing in cancer initiation and progression. Cancer Letters. 2003; 190:125–33. [PubMed: 12565166] 30. Feinberg AP, Vogelstein B. Hypomethylation distinguishes genes of some human cancers from their normal counterparts. Nature. 1983; 301:89–92. [PubMed: 6185846] 31. Irizarry RA, Ladd-Acosta C, Wen B, et al. The human colon cancer methylome shows similar hypo- and hypermethylation at conserved tissue-specific CpG island shores. Nat Genet. 2009; 41:178–86. [PubMed: 19151715] 32. Doi A, Park IH, Wen B, et al. Differential methylation of tissue- and cancer-specific CpG island shores distinguishes human induced pluripotent stem cells, embryonic stem cells and fibroblasts. Nat Genet. 2009; 41:1350–U123. [PubMed: 19881528] 33. Winter J, Jung S, Keller S, et al. Many roads to maturity: microRNA biogenesis pathways and their regulation. Nat Cell Biol. 2009; 11:228–34. [PubMed: 19255566] 34. Brait M, Sidransky D. Cancer epigenetics: above and beyond. Toxicol Mech Methods. 2011; 21:275–88. [PubMed: 21495866] 35. Aune D, Chan DS, Lau R, et al. Dietary fibre, whole grains, and risk of colorectal cancer: systematic review and dose-response meta-analysis of prospective studies. BMJ. 2011; 343:d6617. [PubMed: 22074852] 36. Cummings JH, Englyst HN. Measurement of starch fermentation in the human large intestine. Can J Physiol Pharmacol. 1991; 69:121–9. [PubMed: 2036594] 37. Cummings JH, Pomare EW, Branch WJ, et al. Short chain fatty acids in human large intestine, portal, hepatic and venous blood. Gut. 1987; 28:1221–7. [PubMed: 3678950] 38. Fischbach MA, Sonnenburg JL. Eating for two: how metabolism establishes interspecies interactions in the gut. Cell Host Microbe. 2011; 10:336–47. [PubMed: 22018234] 39. Louis P, McCrae SI, Charrier C, et al. Organization of butyrate synthetic genes in human colonic bacteria: phylogenetic conservation and horizontal gene transfer. FEMS Microbiol Lett. 2007; 269:240–7. [PubMed: 17241242] 40. Louis P, Scott KP, Duncan SH, et al. Understanding the effects of diet on bacterial metabolism in the large intestine. J Appl Microbiol. 2007; 102:1197–208. [PubMed: 17448155] 41. Duncan SH, Holtrop G, Lobley GE, et al. Contribution of acetate to butyrate formation by human faecal bacteria. Br J Nutr. 2004; 91:915–23. [PubMed: 15182395] 42. Hosseini E, Grootaert C, Verstraete W, et al. Propionate as a health-promoting microbial metabolite in the human gut. Nutr Rev. 2011; 69:245–58. [PubMed: 21521227] 43. Scheppach W, Bartram HP, Richter F. Role of Short-Chain Fatty-Acids in the Prevention of Colorectal-Cancer. Eur J Cancer. 1995; 31A:1077–80. [PubMed: 7576995] 44. Jan G, Belzacq AS, Haouzi D, et al. Propionibacteria induce apoptosis of colorectal carcinoma cells via short-chain fatty acids acting on mitochondria. Cell Death Differ. 2002; 9:179–88. [PubMed: 11840168] 45. Lan A, Lagadic-Gossmann D, Lemaire C, et al. Acidic extracellular pH shifts colorectal cancer cell death from apoptosis to necrosis upon exposure to propionate and acetate, major end-products of the human probiotic propionibacteria. Apoptosis. 2007; 12:573–91. [PubMed: 17195096] 46. Lupton JR. Microbial degradation products influence colon cancer risk: the butyrate controversy. J Nutr. 2004; 134:479–82. [PubMed: 14747692] 47. Fleming SE, Fitch MD, DeVries S, et al. Nutrient utilization by cells isolated from rat jejunum, cecum and colon. J Nutr. 1991; 121:869–78. [PubMed: 1903440] Hullar and Fu Page 10 Cancer J. Author manuscript; available in PMC 2015 May 01. NIH-PA Author Manuscript NIH-PA Author Manuscript NIH-PA Author Manuscript 48. Donohoe DR, Collins LB, Wali A, et al. The Warburg effect dictates the mechanism of butyratemediated histone acetylation and cell proliferation. Mol Cell. 2012; 48:612–26. [PubMed: 23063526] 49. Hinnebusch BF, Meng SF, Wu JT, et al. The effects of short-chain fatty acids on human colon cancer cell phenotype are associated with histone hyperacetylation. J Nutr. 2002; 132:1012–7. [PubMed: 11983830] 50. Kiefer J, Beyer-Sehlmeyer G, Pool-Zobel BL. Mixtures of SCFA, composed according to physiologically available concentrations in the gut lumen, modulate histone acetylation in human HT29 colon cancer cells. Br J Nutr. 2006; 96:803–10. [PubMed: 17092367] 51. Waldecker M, Kautenburger T, Daumann H, et al. Histone-deacetylase inhibition and butyrate formation: Fecal slurry incubations with apple pectin and apple juice extracts. Nutrition. 2008; 24:366–74. [PubMed: 18262392] 52. Sanderson IR. Short chain fatty acid regulation of signaling genes expressed by the intestinal epithelium. J Nutr. 2004; 134:2450s–4s. [PubMed: 15333741] 53. Brabban AD, Edwards C. Isolation of glucosinolate degrading microorganisms and their potential for reducing the glucosinolate content of rapemeal. FEMS Microbiol Lett. 1994; 119:83–8. [PubMed: 8039675] 54. Elfoul L, Rabot S, Khelifa N, et al. Formation of allyl isothiocyanate from sinigrin in the digestive tract of rats monoassociated with a human colonic strain of Bacteroides thetaiotaomicron. FEMS Microbiol Lett. 2001; 197:99–103. [PubMed: 11287153] 55. Holst B, Williamson G. A critical review of the bioavailability of glucosinolates and related compounds. Nat Prod Rep. 2004; 21:425–47. [PubMed: 15162227] 56. Shapiro TA, Fahey JW, Wade KL, et al. Human metabolism and excretion of cancer chemoprotective glucosinolates and isothiocyanates of cruciferous vegetables. Cancer Epidemiol Biomarkers Prev. 1998; 7:1091–100. [PubMed: 9865427] 57. Vermeulen M, Van den Berg R, Freidig AP, et al. Association between consumption of cruciferous vegetables and condiments and excretion in urine of isothiocyanate mercapturic acids. J Agric Food Chem. 2006; 54:5350–8. [PubMed: 16848516] 58. Rouzaud G, Rabot S, Ratcliffe B, et al. Influence of plant and bacterial myrosinase activity on the metabolic fate of glucosinolates in gnotobiotic rats. Br J Nutr. 2003; 90:395–404. [PubMed: 12908900] 59. Conaway CC, Getahun SM, Liebes LL, et al. Disposition of glucosinolates and sulforaphane in humans after ingestion of steamed and fresh broccoli. Nutr Cancer. 2000; 38:168–78. [PubMed: 11525594] 60. Rouzaud G, Young SA, Duncan AJ. Hydrolysis of glucosinolates to isothiocyanates after ingestion of raw or microwaved cabbage by human volunteers. Cancer Epidemiol Biomarkers Prev. 2004; 13:125–31. [PubMed: 14744743] 61. Li F, Hullar MA, Beresford SA, et al. Variation of glucoraphanin metabolism in vivo and ex vivo by human gut bacteria. Br J Nutr. 2011; 106:408–16. [PubMed: 21342607] 62. Myzak MC, Karplus PA, Chung FL, et al. A novel mechanism of chemoprotection by sulforaphane: inhibition of histone deacetylase. Cancer Res. 2004; 64:5767–74. [PubMed: 15313918] 63. Myzak MC, Dashwood WM, Orner GA, et al. Sulforaphane inhibits histone deacetylase in vivo and suppresses tumorigenesis in Apc-minus mice. FASEB J. 2006; 20:506–8. [PubMed: 16407454] 64. Meeran SM, Patel SN, Tollefsbol TO. Sulforaphane causes epigenetic repression of hTERT expression in human breast cancer cell lines. PLoS One. 2010; 5:e11457. [PubMed: 20625516] 65. Van Dorsten FA, Daykin CA, Mulder TP, et al. Metabonomics approach to determine metabolic differences between green tea and black tea consumption. J Agric Food Chem. 2006; 54:6929–38. [PubMed: 16939360] 66. Green CJ, de Dauwe P, Boyle T, et al. Tea, coffee, and milk consumption and colorectal cancer risk. J Epidemiol. 2014; 24:146–53. [PubMed: 24531002] Hullar and Fu Page 11 Cancer J. Author manuscript; available in PMC 2015 May 01. NIH-PA Author Manuscript NIH-PA Author Manuscript NIH-PA Author Manuscript 67. Yang G, Shu XO, Li HL, et al. Prospective cohort study of green tea consumption and colorectal cancer risk in women. Cancer Epidemiol Biomarkers Prev. 2007; 16:1219–23. [PubMed: 17548688] 68. Nakachi K, Matsuyama S, Miyake S, et al. Preventive effects of drinking green tea on cancer and cardiovascular disease: Epidemiological evidence for multiple targeting prevention. Biofactors. 2000; 13:49–54. [PubMed: 11237198] 69. Suzuki Y, Tsubono Y, Nakaya N, et al. Green tea and the risk of colorectal cancer: Pooled analysis of two prospective studies in Japan. J Epidemiol. 2005; 15:118–24. [PubMed: 16141630] 70. Sun CL, Yuan JM, Koh WP, et al. Green tea and black tea consumption in relation to colorectal cancer risk: the Singapore Chinese Health Study. Carcinogenesis. 2007; 28:2143–8. [PubMed: 17724377] 71. Arab L, Il’yasova D. The epidemiology of tea consumption and colorectal cancer incidence. J Nutr. 2003; 133:3310s–8s. [PubMed: 14519831] 72. Katiyar SK, Mukhtar H. Tea in chemoprevention of cancer: Epidemiologic and experimental studies (Review). Int J Oncol. 1996; 8:221–38. [PubMed: 21544351] 73. Chow HHS, Hakim IA. Pharmacokinetic and chemoprevention studies on tea in humans. Pharmacol Res. 2011; 64:105–12. [PubMed: 21624470] 74. van Dorsten FA, Peters S, Gross G, et al. Gut microbial metabolism of polyphenols from black tea and red wine/grape juice is source-specific and colon-region dependent. J Agric Food Chem. 2012; 60:11331–42. [PubMed: 23072624] 75. Kemperman RA, Gross G, Mondot S, et al. Impact of polyphenols from black tea and red wine/ grape juice on a gut model microbiome. Food Res Int. 2013; 53:659–69. 76. Rajavelu A, Tulyasheva Z, Jaiswal R, et al. The inhibition of the mammalian DNA methyltransferase 3a (Dnmt3a) by dietary black tea and coffee polyphenols. BMC Biochemistry. 2011; 12 77. Rajavelu A, Jurkowska RZ, Fritz J, et al. Function and disruption of DNA Methyltransferase 3a cooperative DNA binding and nucleoprotein filament formation. Nucleic Acids Res. 2012; 40:569–80. [PubMed: 21926161] 78. Takagaki A, Nanjo F. Metabolism of (-)-Epigallocatechin Gallate by rat intestinal flora. J Agric Food Chem. 2010; 58:1313–21. [PubMed: 20043675] 79. Wang LQ, Meselhy MR, Li Y, et al. The heterocyclic ring fission and dehydroxylation of catechins and related compounds by Eubacterium sp strain SDG-2, a human intestinal bacterium. Chem Pharm Bull (Tokyo). 2001; 49:1640–3. [PubMed: 11767089] 80. Kohri T, Matsumoto N, Yamakawa M, et al. Metabolic fate of (-)-[4-H-3]epigallocatechin gallate in rats after oral administration. J Agric Food Chem. 2001; 49:4102–12. [PubMed: 11513717] 81. Kohri T, Nanjo F, Suziki M, et al. Synthesis of (-)-[4-H-3]epigallocatechin gallate and its metabolic fate in rats after intravenous administration. J Agric Food Chem. 2001; 49:1042–8. [PubMed: 11262069] 82. Kiss AK, Granica S, Stolarczyk M, et al. Epigenetic modulation of mechanisms involved in inflammation: Influence of selected polyphenolic substances on histone acetylation state. Food Chem. 2012; 131:1015–20. 83. Garcia-Villalba R, Beltran D, Espin JC, et al. Time course production of urolithins from ellagic acid by human gut microbiota. J Agric Food Chem. 2013; 61:8797–806. [PubMed: 23984796] 84. Bialonska D, Ramnani P, Kasimsetty SG, et al. The influence of pomegranate byproduct and punicalagins on selected groups of human intestinal microbiota. Int J Food Microbiol. 2010; 140:175–82. [PubMed: 20452076] 85. Herber DL, Cao W, Nefedova Y, et al. Lipid accumulation and dendritic cell dysfunction in cancer. Nat Med. 2010; 16:880–U57. [PubMed: 20622859] 86. Wen XY, Wu SY, Li ZQ, et al. Ellagitannin (BJA3121), an anti-proliferative natural polyphenol compound, can regulate the expression of MiRNAs in HepG(2) cancer cells. Phytother Res. 2009; 23:778–84. [PubMed: 19142982] 87. Gabert L, Vors C, Louche-Pelissier C, et al. C-13 tracer recovery in human stools after digestion of a fat-rich meal labelled with [1,1,1-(13)C3]tripalmitin and [1,1,1-(13)C3]triolein. Rapid Commun Mass Spectrom. 2011; 25:2697–703. [PubMed: 21913246] Hullar and Fu Page 12 Cancer J. Author manuscript; available in PMC 2015 May 01. NIH-PA Author Manuscript NIH-PA Author Manuscript NIH-PA Author Manuscript 88. Gerber M. Omega-3 fatty acids and cancers: a systematic update review of epidemiological studies. Br J Nutr. 2012; 107(Suppl 2):S228–39. [PubMed: 22591896] 89. Butler LM, Wang R, Koh WP, et al. Marine n-3 and saturated fatty acids in relation to risk of colorectal cancer in Singapore Chinese: A prospective study. Int J Cancer. 2009; 124:678–86. [PubMed: 18973226] 90. Daniel CR, McCullough ML, Patel RC, et al. Dietary intake of omega-6 and omega-3 fatty acids and risk of colorectal cancer in a prospective cohort of US men and women. Cancer Epidemiol Biomarkers Prev. 2009; 18:516–25. [PubMed: 19190143] 91. Hall MN, Chavarro JE, Lee IM, et al. A 22-year prospective study of fish, n-3 fatty acid intake, and colorectal cancer risk in men. Cancer Epidemiol Biomarkers Prev. 2008; 17:1136–43. [PubMed: 18483335] 92. Sasazuki S, Inoue M, Iwasaki M, et al. Intake of n-3 and n-6 polyunsaturated fatty acids and development of colorectal cancer by subsite: Japan Public Health Center-based prospective study. Int J Cancer. 2011; 129:1718–29. [PubMed: 21120874] 93. Hall MN, Campos H, Li HJ, et al. Blood levels of long-chain polyunsaturated fatty acids, aspirin, and the risk of colorectal cancer. Cancer Epidemiol Biomarkers Prev. 2007; 16:314–21. [PubMed: 17301265] 94. Dimri M, Bommi PV, Sahasrabuddhe AA, et al. Dietary omega-3 polyunsaturated fatty acids suppress expression of EZH2 in breast cancer cells. Carcinogenesis. 2010; 31:489–95. [PubMed: 19969553] 95. Davidson LA, Wang NY, Shah MS, et al. n-3 Polyunsaturated fatty acids modulate carcinogendirected non-coding microRNA signatures in rat colon. Carcinogenesis. 2009; 30:2077–84. [PubMed: 19825969] 96. Druart C, Neyrinck AM, Dewulf EM, et al. Implication of fermentable carbohydrates targeting the gut microbiota on conjugated linoleic acid production in high-fat-fed mice. Br J Nutr. 2013; 110:998–1011. [PubMed: 23507010] 97. Druart C, Neyrinck AM, Vlaeminck B, et al. Role of the lower and upper intestine in the production and absorption of gut microbiota-derived PUFA metabolites. PLoS One. 2014; 9:e87560. [PubMed: 24475308] 98. Jemal A, Siegel R, Xu J, et al. Cancer statistics, 2010. CA Cancer J Clin. 2010; 60:277–300. [PubMed: 20610543] 99. Zhang JJ, Dhakal IB, Zhao ZJ, et al. Trends in mortality from cancers of the breast, colon, prostate, esophagus, and stomach in East Asia: role of nutrition transition. Eur J Cancer Prev. 2012; 21:480–9. [PubMed: 22357483] 100. Sayin SI, Wahlstrom A, Felin J, et al. Gut microbiota regulates bile acid metabolism by reducing the levels of tauro-beta-muricholic acid, a naturally occurring FXR antagonist. Cell Metab. 2013; 17:225–35. [PubMed: 23395169] 101. Lee JY, Arai H, Nakamura Y, et al. Contribution of the 7beta-hydroxysteroid dehydrogenase from Ruminococcus gnavus N53 to ursodeoxycholic acid formation in the human colon. J Lipid Res. 2013; 54:3062–9. [PubMed: 23729502] 102. Weir TL, Manter DK, Sheflin AM, et al. Stool microbiome and metabolome differences between colorectal cancer patients and healthy adults. PLoS One. 2013; 8 103. Jensen OM, MacLennan R, Wahrendorf J. Diet, bowel function, fecal characteristics, and large bowel cancer in Denmark and Finland. Nutr Cancer. 1982; 4:5–19. [PubMed: 7155918] 104. Reddy BS, Hedges AR, Laakso K, et al. Metabolic epidemiology of large bowel cancer: fecal bulk and constituents of high-risk North American and low-risk Finnish population. Cancer. 1978; 42:2832–8. [PubMed: 728877] 105. Reddy BS, Wynder EL. Large-bowel carcinogenesis: fecal constituents of populations with diverse incidence rates of colon cancer. J Natl Cancer Inst. 1973; 50:1437–42. [PubMed: 4717561] 106. Crowther JS, Drasar BS, Hill MJ, et al. Faecal steroids and bacteria and large bowel cancer in Hong Kong by socio-economic groups. Br J Cancer. 1976; 34:191–8. [PubMed: 962996] 107. Hill MJ, Taylor AJ, Thompson MH, et al. Fecal steroids and urinary volatile phenols in four Scandinavian populations. Nutr Cancer. 1982; 4:67–73. [PubMed: 7155919] Hullar and Fu Page 13 Cancer J. Author manuscript; available in PMC 2015 May 01. NIH-PA Author Manuscript NIH-PA Author Manuscript NIH-PA Author Manuscript 108. Cheah PY. Hypotheses for the etiology of colorectal cancer--an overview. Nutr Cancer. 1990; 14:5–13. [PubMed: 2195469] 109. Hill MJ. Bile flow and colon cancer. Mutat Res. 1990; 238:313–20. [PubMed: 2188127] 110. Serfaty L. Chemoprevention of colorectal cancer with ursodeoxycholic acid: Pro. Clin Res Hepatol Gastroenterol. 2012; 36:S53–S60. [PubMed: 23141895] 111. Serfaty L, Bissonnette M, Poupon R. Ursodeoxycholic acid and chemoprevention of colorectal cancer. Gastroenterol Clin Biol. 2010; 34:516–22. [PubMed: 20609543] 112. Alberts DS, Martinez ME, Hess LM, et al. Phase III trial of ursodeoxycholic acid to prevent colorectal adenoma recurrence. J Natl Cancer Inst. 2005; 97:846–53. [PubMed: 15928305] 113. Akare S, Jean Louis S, Chen W, et al. Ursodeoxycholic acid modulates histone acetylation and induces differentiation and senescence. Int J Cancer. 2006; 119:2958–69. [PubMed: 17019713] 114. Arumugam M, Raes J, Pelletier E, et al. Enterotypes of the human gut microbiome. Nature. 2011; 473:174–80. [PubMed: 21508958] 115. Huttenhower C, Gevers D, Knight R, et al. Structure, function and diversity of the healthy human microbiome. Nature. 2012; 486:207–14. [PubMed: 22699609]